CLAVE S91001

TÉCNICA PECUARIA EN MÉXICO 1991

DIAGNOSTICO in vitro DE UNA POBLACIÓN DE Haemonchus contortus DE CAPRINOS RESISTENTE AL TIABENDAZOLa.

Marco A. Sáenz Floresb

Ricardo Campos Ruelasb

Gustavo Ibarra Danielc

Miguel A. Zapata Morenoc

Genaro Lizárraga del Castilloc

RESUMEN

Se diagnosticó en caprinos mediante una prueba in vitro, una población de Haemonchus contortus resistente al Tiabendazol. Los caprinos pastoreaban praderas de alfalfa, la resistencia al Tiabendazol se derivó al utilizar Febantel en las desparasitaciones de los animales. La DL 50 de la población resistente fue .404 ppm de Tiabendazol y el índice de resistencia de 17.5.

Téc. Pec. Méx. Vol. 29 No. 3 (1991)

La resistencia a los antihelmínticos por algunos nemátodos del tracto gastroentérico de los rumiantes domésticos, es un fenómeno más común de lo esperado y responsable de millonarias pérdidas en la ovinocultura mundial 13.

En México la resistencia se diagnosticó por primera ocasión en el nemátodo Haemonchus contortus de ovinos de raza Pelibuey sometidos a frecuentes tratamientos con Albendazol y Febantel1, y posteriormente se encontraron dos rebaños más de ovinos de la misma raza en la península de Yucatán, en los que también estaba involucrado el nemátodo H. contortus y antihelmínticos del grupo de los bencimidazoles y probencimidazoles como desencadenadores de la resistencia2. Todos los nemátodos resistentes a los antihelmínticos notificados en México, provienen de explotaciones donde los antihelmínticos son el único método de control parasitario2.

a Recibido para su publicación el 18 de Julio de 1994.

b Depto. de Salud animal.

c Depto. de Forrajes del Centro de Investigaciones Pecuarias del Estado de Sonora.

En la región ganadera del centro del Estado de Sonora, cuyo clima y vegetación es típicamente desértica, es frecuente el establecimiento de praderas irrigadas con forrajes exóticos útiles para incrementar la productividad pecuaria. La introducción del agua en las praderas artificiales establece las condiciones adecuadas de humedad para realizar la fase del ciclo biológico de los nemátodos gastroentéricos fuera del hospedero, con lo cual las enfermedades parasitarias toman un lugar sobresaliente, dando origen a graves pérdidas económicas, haciéndose necesario recurrir a los antihelmínticos para controlar las poblaciones de parásitos, sobre todo si se trata de rumiantes altamente susceptibles como los ovinos y caprinos.

Los antihelmínticos del grupo de los bencimidazoles y probencimidazoles son fuertemente aceptados por los ganaderos convirtiéndose en los antiparasitarios de elección. Los derivados del bencimidazol son: tiabendazol, parbendazol, cambendazol, mebendazol, exibendazol, fenbendazol, oxfendazol y albendazol, y los probencimidazoles son el tiofonato, netobimin y febantel13. Estos últimos se convierten en bencimidazoles cuando se metabolizan en el rumen e hígado del hospedero4. Algunos de estos antihelmínticos actúan eliminando nemátodos del tracto gastroentérico y pulmonar, además de céstodos y tremátodos, parásitos que pueden atacar simultáneamente a un hospedero. Desafortunadamente todos los antihelmínticos de este grupo están asociados a una rápida selección de parásitos resistentes13. Los antihelmínticos del grupo de los bencimidazoles y probencimidazoles producen resistencia lateral, 1,10,13,15, es decir, cuando una población de nemátodos es resistente a un antihelmíntico de este grupo, lo es también para el resto de los otros vermifugos del mismo grupo, aún cuando nunca hayan tenido contacto previo con ellos. Esto se debe a que todos los antihelmínticos tienen una estructura química y mecanismo de acción similar entre ellos5,10. Por ejemplo, el fenbendazol se convierte en oxfendazol al metabolizarse9, mientras que si se administra oxfendazol, éste se transforma en sulfóxido de fenbendazol8.

El objetivo del presente estudio fue diagnosticar en caprinos mediante una prueba in vitro15, poblaciones de nemátodos gastroentéricos resistentes al tiabendazol.

El estudio se realizó en el Centro de Investigaciones Pecuarias del Estado de Sonora (CIPES), del Instituto Nacional de Investigaciones Forestales y Agropecuarias, dependiente de la Secretaría de Agricultura y Recursos Hidráulicos. El CIPES cuenta con clima Bs (caliente árido), con una temperatura media anual de 25 C, precipitación promedio de 391 mm y una altura sobre el nivel del mar de 460 m.

Se utilizaron los huevos de nemátodos gastroentéricos eliminados en las heces de 46 caprinos criollos, machos y hembras de diferentes edades, que pastoreaban rotacionalmente una pradera de alfalfa.

Para realizar la prueba in vitro se trataron los animales de experimentación con albendazol a dosis de 3.5 mg/kg de peso corporal, dosis indicada por el fabricante para eliminar nemátodos del tracto gastroentérico. La finalidad del tratamiento fue expulsar de los animales a todos los nemátodos susceptibles al antihelmíntico, quedando solo los nemátodos resistentes. Diez días después del tratamiento se identificó a los caprinos que eliminaban huevos que provenían de parásitos que sobrevivieron al tratamiento. De estos animales se colectó una gran cantidad de huevos que se pusieron en contacto con tiabendazol (TBZ) a concentraciones de 0.0, 0.1, 0.2, 0.3, 0.5, 0.7, 0.9 y 1.1 ppm, con cinco repeticiones cada una. Se incubaron durante 24 horas a 27 C. Posteriormente se determinó el porcentaje de inhibición de la embrionación y eclosión larvaria, debido a que los bencimidazoles se caracterizan por inhibir in vitro el desarrollo embrionario de los huevos de nemátodos gastroentéricos de rumiantes15. El género y especie de los nemátodos presentes en los animales, se determinó de acuerdo a sus características morfométricas del primer y tercer estadio larval según Whitlock14 y Niec11 respectivamente. Para mayores detalles sobre la prueba in vitro, consultar a Whitlock y colaboradores15. Los resultados se analizaron por el método Probit6 que determinó la Dosis Letal 50 (DL50) necesaria para establecer el índice de resistencia (IR), entendiéndose por el IR el número de veces que se incrementa la DL50 de la cepa susceptible para producir los mismos efectos en la cepa de estudio o resistente. El IR se logra mediante la siguiente fórmula:

IRDL 50 de la cepa resistente
 DL 50 de la cepa susceptible

La DL de la cepa susceptible de referencia fue de 0.023 ppm de Tbz, según lo mencionado por Hall, Campbell y Richarson5.

Al analizar los resultados de la prueba se determinó que las únicas larvas sobrevivientes que se encontraron a partir de la concentración de 0.1 ppm de TBZ, fueron las del género Haemonchus contortur, lo que indicó que se trataba de una población resistente al tiabendazol y por consiguiente al grupo de bencimidazoles y probencimidazoles, ya que la concentración .1 ppm de TBZ, es el punto inicial para determinar resistencia.

H. ContortusDL50IR
Susceptible*0.023 
Resistente**0.404 

* Hall, Campbell and Richardson, 1978.

** Población aislada en CIPES, Sonora, México.

El porcentaje de huevos no embrionados de las concentraciones ensayadas fueron: 0 en el testigo; 3 en 0.1 ppm de TBZ; 12 en 0.2; 19 en 0.3; 70 en 0.5; 84 en 0.7; 89 en 0.9 y 93 en 1.1 ppm de TBZ (gráfica 1). La línea Probit (gráfica 2) señala que la DL 50 para la población de Haemonchus contortus fue de .404 ppm de TBZ y el IR alcanzado por la población de H. contortus fue de 17.6.

La selección de nemátodos resistentes involucra factores propios de los antihelmínticos12, de los parásitos, de los hospederos y del medio ambiente donde se desarrolla el fenómeno 3,7. Uno de los factores asociados a los parásitos es el denominado “refugio”, entendiéndose por refugio a los huevos y larvas en el pastizal que no están en contacto con los antihelmínticos, por formar parte en ese momento de la fase del ciclo biológico que se desarrolla en el medio ambiente, manteniendo sus caracteres genéticos de susceptibilidad10. En contraste con lo anterior, los parásitos adultos dentro del hospedero sí tienen contacto con los antihelmínticos, seleccionando sus genes de resistencia cuantas veces tengan contacto con los vermifugos.

Cuando el refugio es numeroso y los hospederos que tienen acceso a él son pocos, solo una parte del total de las larvas son ingeridas, el resto de las larvas permanece en el pastizal en espera de un nuevo hospedero, guardando sus caracteres de susceptibilidad, por lo que en futuras infecciones hay seguridad de que se mezclarán los genes de susceptibilidad proveniente de las larvas que quedaron en el refugio, con los genes de resistencia de las larvas cuyos progenitores fueron seleccionados por los antihelmínticos, resultando híbridos con características de susceptibilidad, lo que permite retrasar la aparición de poblaciones de nemátodos resistentes. Si por el contrario, el refugio es pequeño, todas las larvas del refugio serán ingeridas por los hospederos en un período corto de tiempo, seleccionando sus genes al tener contacto con los antiparasitarios, desapareciendo casi en su totalidad del refugio, manifestándose rápido el problema de resistencia10. Un refugio pequeño es el que existe en una pradera irrigada, en donde el pasto es consumido en su totalidad antes de pasar a un nuevo potrero, poblándose entonces con larvas provenientes de nemátodos que sobrevivieron al tratamiento antiparasitario, es decir, resistentes, lo que ocurrió seguramente en el presente estudio.

El rebaño caprino de este centro experimental fue desparasitado con febantel durante los últimos 4 años, aplicando cuando menos dos tratamientos al año, convirtiéndose entonces en el antihelmíntico desencadenador de la resistencia.

SUMMARY

A thiabendazole resistant population of Haemonchus contortus was determined by an in vitro assay in goats. The goats were grassed on alfalfa pasture. The anthelmintic resistance derived from Febantel. The LD50 of resistant population was .404 ppm of Thiabendazole and the resistant index was 17.6.

LITERATURA CITADA

1.- Campos, R.R., Herrera, R.D., Quiroz, R.H. y Olazaran, J.S. 1990. Resistencia de Haemonchus contortus a los bencimidazoles en ovinos de México. Tec. Pec. Méx. 16 (1): 30.

2.- Campos, R.R., Herrera, R.D. y Quiroz R.H., 1990. Diagnósticos y factores casuales de tres poblaciones de Haemonchus contortus resistentes a los bencimidazoles. Memorias de la Reunión de Investigación Pecuaria en México, Tabasco 90. Instituto Nacional de Investigaciones Forestales y Agropecuarias, S.A.R.H., México.

3.- Campos, R.R., 1990. Resistencia antihelmíntica en nemátodos gastroentéricos de los rumiantes domésticos. Tópicos de Parasitología animal: Helmintología I. Facultad de Ciencias Agropecuarias. Universidad Autónoma del Estado de Morelos, México.

4.- Bogan, J. and Armour, J. 1987. Antihelmintics for ruminants. Int. J. Parasitol. 17 (2): 482.

5.- Hall, C.A. Campbell, N.J. and Richardson, N.J. 1978. Levels of benzimidazol resistence in Haemonchus contortus and Trichostrongylus colubriformis recorded from an eggs hatch test procedure. Res. Vet. Sci. 25: 360.

6.- Infante, G.S. y Calderón, A.L. 1982. Manual de Análisis Probit. Centro de Estadística y Calculo, Colegio de Posgraduados, Chapingo. México.

7.- Thomas, R.J., 1982. The ecological basis of parasite control: nematodes. Vet. Parasitol. 11:9.

8.- Marriner, S.E. 1981. Pharmacokenetics of oxfendazole in sheep. Am. J.Vet. Res. 42 (7): 1143.

9.- Marriner, S.E., 1981. Pharmacokenetics of fenbendazole in sheep. Am. J. Parasitol. 42 (7): 1146.

10.- Martin, P.J. 1987. Development and control of resistence to anthelmintic. Int. J. Parasitol. 17 (2): 493.

11.- NIEC, N., 1968. Cultivo e identificación de larvas infectantes de nemátodos gastrointestinales de bovinos y ovinos. 3er Manual Técnica, Instituto Nacional de Tecnología Agropecuaria., Buenos Aires, Argentina.

12.- President, J.A.P., 1985. Methods for detection of resistance to anthelmintics. Resistance in nematodes to anthelmintic drugs. Edited by Anderson, A. and Waller, P.J. (CSIRO), Division of Animal Health Australian Wool Corporation, Australia.

13.- Prichard, R.K. Hall, C.A., Kelly J.D., Martin, I.C.A., and Donald, A.D., 1980. The problem of anthelmintic resistance in nematodes. Aust. Vet. J. 56:239.

14.- Whitlock, H.V., 1959. The recovery and identification of the first stage larvae of sheep nematodes. Aust. Vet. J. 32:310.

15.- Whitlock, H.V., Kelly, J.D., Porter, C.J., Griffin, D.L. and Martin, I.C.A. 1980. In vitro field screening for anthelmintic resistance in strongyles of sheep and horses. Vet. Parasitol. 7:215.